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1、2010年第06期（下）在医学研究中，小鼠常常被选为实验对象，进行药理、毒理实验、肿瘤实验及各种急、慢性实验。小鼠目前的给药方式有灌胃给药，腹腔注射，皮下注射，尾静脉注射等[1]。尾静脉注射是一项重要的给药方法，由于小鼠尾静脉较细，尾静脉难度大，在学生实验中的广泛应用受到了限制。为此，笔者把实践过程中得出了一些经验介绍如下，以供大家交流。1.器材与方法器材：1ml一次性注射器，棉球，纱布，毛巾或面纱手套方法简介：将小鼠固定在小鼠固定器中，使其尾巴露出。用手指压迫尾根部的两侧片刻，一手食指从下面托起尾尖部,
2、与拇指捏住并微微转动,使左或右侧的静脉向上，一手持4号或4.5号针头注射器，在距尾尖1／2或1／3处进针。一次注射量为0.05~0.1ml/10g体重。注射完后拔出针尖，把尾部向注射侧弯曲或以棉球压迫止血[2]。2.小鼠尾静脉注射的体会2.1实验开始之时，应注意检查小鼠固定器是否完好，注射针头是否变钝，否则应注意更换，以免由于实验器材的问题造成不必要的困扰，影响实验的进度。2.2小鼠尾部的血运十分丰富，在其背、腹及左右两侧有数条动静脉伴行的血管丛。其中背、腹各一根的动脉与左右各一根的静脉最为明显。动脉的位
3、置相对较深且管腔相对较小，不容易刺入，因此常常选择两侧的静脉，且两侧的静脉较容易固定，它的直径平均小于0.6±0.5mm，但当遇到热水,75％酒精，或远红外线的烘烤时，尾静脉呈明显扩张，平均为0.9±0.7mm[3]。2.3压迫尾根部使血管充盈，此外，使用40"C左右的热水浸泡鼠尾l0~20s或使用75％酒精棉球强檫，软化角质，还可以灯泡靠近鼠尾烤均可以使血管更加充盈、清晰。[4]局部还可以使用血管扩张药如硝酸甘油[5]。用热水浸泡鼠尾时，注意水温不要太高，以免烫伤鼠尾，甚至引起脱皮。2.4在实验过程中，
4、注射器中含有少量气泡便可使小鼠出现呼吸急促，四肢抽搐，然后倒地死亡。所以，在进针前应排尽注射器中的空气，以免空气从静脉进入血液循环，形成空气栓塞，造成小鼠的死亡。2.5进针时，针尖须斜面朝上，以针头与鼠尾小于15"的夹角穿入小鼠尾部皮下静脉后，再以近乎平行的角度缓慢进针。进入后，针尖稍微上挑，刺入已经充盈的尾静脉内3~5mm。保持针头刺入点、血管、注射器成一条直线。刺入后肉眼可以看到血管内的针管，先缓注少量药液，若针头前进及推药均通畅，无阻力，且见液体沿静脉走向流动，则说明针头已经准确插入静脉内，表示针头
5、已进入静脉，可继续注入。若推药有阻力甚至针头处出现白隆起、色的皮丘，则表明未刺入血管，应重新向尾巴根部移动注射。2.6进针推药时，因为小鼠尾静脉的血管壁较薄，应保持针管的相对平稳，以免针尖晃动，戳破血管，造成穿刺的失败。一般推药时速度要缓慢，推药要均匀，其速度不宜过快，以免造成小鼠血容量在短时间内的急剧上升，造成充血性心力衰竭。2.7注射时还发现有些小鼠的敏感性较高,即使在轻微刺激下,全身肌肉处于紧张状态,尾巴强直,或是小鼠受到刺激后，烦躁不安，尖叫、乱动，致使穿刺不易成功。此时，应稍等片刻,待动物安静后
6、再行穿刺。2.8穿刺尾静脉时要用一份平和的心态。穿刺成功了，不骄傲，尽量感受穿刺成功时的那种手感，同时总结出自己的一套成功的方法；失败了，不气馁，不浮躁，继续静下心来练习，相信天道酬勤。2.9抓住一切可能的机会练习尾静脉。如在上实验课时，对完成教学任务的小鼠不要立即处死，可以充分的将其利用，来进行穿刺尾静脉练习。同时，在练习时，最好能两到三人组成一个小组，相互交流经验，相互学习，共同进步。小鼠尾静脉的穿刺是一个熟能生巧的过程。平时多加强练习，定能有所收获。【参考文献】[1]梁月琴,杨波.大鼠、小鼠给药及采
7、血的几点体会[J].山西医科大学学报，2000,31（1）：92-93.[2]徐叔云,卞如濂,陈修.药理实验方法学.第2版[M].北京:人民卫生出版社,1991:156.[3]杨春练，方青枝．小.鼠尾静脉作为新护士静脉穿刺训练模[J]．医药世界，2005,(5)：69-70.[4]叶明霞,孔利佳,许迪,等.浅谈大小鼠尾静脉注射之经验体会[J].中华临床医学杂志，2008；9（12）：58-59.[5]蒋兰兰，冯俊涛，罗百灵，等.硝酸甘油干预法对小鼠尾脉穿刺效果影响[J].中国医学工程，2004，12(4)
8、：92.科●小鼠尾静脉注射的几点体会蔡陈之1陈凯琳2（1.中南大学土木建筑学院湖南长沙410000；2.兰州大学第二临床医学院甘肃兰州730000）【摘要】小鼠尾静脉注射是药理，毒理实验中常用的注射方法，也是医学学生必备的技能之一，本文主要总结了医学本科生小鼠尾静脉注射实验中的几点体会。【关键词】小鼠尾静脉注射；体会【Abstract】Intravenousinjectioninmiceisacommonlyusedinjec
