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1、实验动物的处死方法摘要阐述了实验动物的几种常用的处死方法,包括物理方法致死、化学药物致死、特殊实验动物的处死等,并从动物福利角度讨论了这些方法的利弊,以为实验动物的使用提供参考。 关键词实验动物;处死方法;动物福利 安乐死是英文单词Euthanasia的中译,Euthanasia一词来源于古希腊语,意思是美好的死亡、快乐的死亡、无痛苦的死亡。日本学者将Euthanasia翻译为“安乐死”,这一译称为中国学者所接受[1]。实施安乐死一般遵循以下原则:①尽量减少动物的痛苦,尽量避免动物产生惊恐、挣扎、喊叫。②注意实验人员安全,特别是在使用挥发性麻醉剂(乙醚、安氟
2、醚、三氟乙烷)时,一定要远离火源。③方法容易操作。④不能影响动物的实验结果。⑤尽可能缩短致死时间,即安乐死从开始到动物意识消失的时间。⑥判定动物是否被安乐死,不仅要看动物呼吸是否停止,而且要看神经反射、肌肉松弛等状况[2]。 1物理方法致死 1.1急性失血法 此法应用于大鼠和小鼠等小动物时,常是剪断动物的股动脉,放血致死。可以采用摘眼球法,在鼠右侧或左侧眼球根部将眼球摘去,使其大量失血致死。如果是犬、猫或兔等稍大型动物应先使动物麻醉、暴露股三角区或腹腔,再切断股动脉或腹主动脉,迅速放血。动物在3~5min内即可死亡[3]。采用急性失血法动物十分安静,对动物的脏
3、器无损害,但器官贫血比较明显,若采集组织标本制作病理切片时可用此法。 1.2断头法 此法适用于鼠类等小动物,可用直剪刀,也可用断头器。断头法处死动物时间短,并且脏器含血量少,若需采集新鲜脏器标本可采用此法。断头法会引起血液循环的突然中断和血压的迅速下降并伴随意识的消失,只能用于恒温动物。对于变温脊椎动物不推荐用断头法,因为它们相对能更高的抵制缺氧[4]。 1.3空气栓塞法 当空气注入静脉后,可阻塞其分支,进入心脏冠状动脉可造成冠状动脉阻塞,发生严重的血液循环障碍,动物很快死亡。此法适用于较大动物的处死,家兔、猫用此法需注入20~40mL空气,犬致死的空气剂量
4、为80~150mL。由于应用此法后,动物死于急性循环衰竭,所以各脏器淤血十分明显。 1.4断髓法 此法适用于小鼠、大鼠等小动物。用于家兔时可敲击延髓致死,用木锤用力锤动物的后脑部,破坏延脑,动物痉挛后死亡,简单迅速。用于蟾蜍、蛙类可直接捣毁脊髓,将金属探针插入枕骨大孔,破坏脑脊髓使动物死亡,操作过程中要防止毒腺分泌物射入实验者眼内。 2化学药物致死 常用安乐死药物有:吸入式麻醉剂(包括CO2、CO、乙醚、三氯甲烷等)、氯化钾、巴比妥类麻醉剂、二氯二苯三氯乙(DDT)等。 2.1药物吸入 药物吸入致动物死亡适用于啮齿类,如小鼠、大鼠、豚鼠等小动物,操作简单
5、,是实验中安乐死的常用方法。因CO2无毒,制备方便,效果确切,是最常用的致死药物。对1日龄的雏鸡研究表明,CO2是有效的安乐死试剂,它几乎不引起痛苦,抑制神经紧张活动,在5min之内引起动物的死亡。CO2浓度越高,动物失去意识的时间就越短。当CO2浓度增长缓慢时,也会延长动物失去意识的时间[5]。可以采用特制的安乐死箱,能使CO2气体充满整个箱室,确保麻醉致死效果和人员安全[6]。 2.2药物注射 药物注射是通过将药物注射到动物体内,使动物致死。这种方法适用于较大的动物,如兔、猫、犬等。 氯化钾适用于家兔和犬,可采用静脉注射的方式。高浓度的钾可使心肌失去收缩能
6、力,心脏急性扩张,致心脏迟缓性停跳而死亡[7]。实验证明注射氯化钾后细胞损伤严重,线粒体肿胀很明显,嵴模糊不清,细胞核明显异常[8]。家兔和犬的致死量分别为10%氯化钾5~10、20~30mL。巴比妥类麻醉剂适用于兔、豚鼠,用药量为深麻醉剂量的25倍左右。一般用量为90mg/kg,约15min内死亡。该类药物能抑制丙酸氧化酶系统,从而抑制中枢神经系统(特别对大脑皮质及下丘脑),使反射机能逐渐消失[9]。也有人称用麻醉方法处死实验动物不应称为安乐死,这是按照设定程序“必须将其适时处死”,选用了无痛方法[10],在应用上还存在争议。 DDT适用于豚鼠、兔、犬。豚鼠致死
7、量为3.0~4.4mg/kg,家兔为0.5~1.0mg/kg,犬为0.3~0.42mg/kg[11]。豚鼠皮下注射,家兔和犬静脉注射。其机理可能与DDT损伤细胞修复和免疫抑制有关,并能诱导肝微粒体酶系统,使某些酶发生抑制,而且本身经肝代谢而表现肝毒性作用[12]。 3特殊实验动物的处死 处死昆虫一般用烫死法,快速,可避免昆虫挣扎或人的抓捏而造成虫体的损伤。很多直翅目昆虫的腿可能会因剧烈的抽搐而脱落,可在制作昆虫标本时用万能胶粘上去,不会影响虫体的完整和美观[13]。处死青蛙时可用酒精麻醉,用镊子夹取一浸透95%酒精的棉球,塞入青蛙口腔中,三四分钟后,青蛙便瘫
